Виды стерилизации |
Методы стерилизации |
Действующий агент |
Физический |
паровой (автоклавирование) |
пар под избыточным давлением (120 0 С, давление 1,1 атм) (132 0 С, давление 2,0 атм) |
воздушный |
сухой воздух при 180 °С |
|
гласперленовый |
нагретые стеклянные шарики при 190-240 0 С |
|
инфракрасный |
инфракрасное излучение при 200±3 0 С |
|
ионизирующее излучение 2- 2,5 Мрад |
||
ультразвуковой |
механические колебания с частотой от 2х10 4 до 2х10 8 в сек |
|
Химический |
жидкостной |
растворы химических соединений (альдегид-, кислород-, хлорсодержащих) |
окись этилена в смеси с углекислым газом, бромистым метилом и др. |
||
плазменный |
пары 20 % пероксида водорода |
Паровой метод стерилизации (автоклавирование)
Впервые стерилизация паром под повышенным давлением в автоклаве осуществлена в 1884 году Л.Л. Гендейрейхом.
При этом способе стерилизации действующим агентом является горячий пар. В автоклаве возможно нагревание воды под повышенным давлением, что приводит к по-вышению точки кипения воды и соответственно пара до 132 0 С (при давлении 2 атм.).
Паровым методом стерилизуют общие хирургические и специальные инструменты, детали приборов и аппаратов из коррозионно-стойких металлов, стекла, шприцы с пометкой 200 0 С, хирургическое белье, перевязочный и шовный материал, изделия из резин (перчатки, трубки, катетеры, зонды и т.д.), латекса, отдельных видов пластмасс.
Способ стерилизации |
Температура, 0 С |
Давление, атм. |
Время стерилизации, мин | |
Водяным насыщенным паром под избыточным давлением (автоклав) |
Изделия из коррозионно-стойких металлов, стекла, изделия из текстильных материалов, резин, лигатурный шовный материал |
|||
Изделия из резин, латекса, отдельных видов пластмасс (полиэтилен высокой плотности, ПВХ-пластикаты), лигатурный шовный материал |
||||
Сухим горячим воздухом (суховоздушный стерилизатор) |
Изделия из металлов, стекла и резин на основе силиконового каучука |
Материал для стерилизации помещают в специальные биксы Шиммельбуша, пергамент, бумагу мешочную, упаковочную, крепированную, стерилизационные коробки с фильтром.
Одним из основных условий проведения качественной стерилизации является загрузка автоклава в точном соответствии с рекомендациями производителя. Это означает правильное расположение и количество загружаемых предметов. Водяной пар должен свободно циркулировать, а конденсат своевременно выводиться. При загрузке автоклава обращают внимание на то, чтобы тяжелые инструменты располагались на нижних поддонах, а легкие – на верхних.
Изделия загружают в таком количестве, которое допускает свободную подачу воздуха к стерилизуемым изделиям. Не допускается перекрывать продувочные окна и решетки вентиляции. Загрузку и выгрузку изделий проводят при температуре не выше 40-50°С.
Срок хранения простерилизованных изделий: в биксах без фильтра, в двойной мягкой упаковке – 3 суток; в пергаменте, бумаге мешочной непропитанной, мешочной влагопрочной, бумаге упаковочной высокопрочной, бумаге крепированной, стерилизационной коробке с фильтром – 20 суток.
Воздушный метод стерилизации
При воздушном методе стерилизации стерилизующим средством является сухой горячий воздух температурой 160 0 С и 180 0 С; стерилизацию осуществляют в суховоздушных стерилизаторах.
Воздушным методом стерилизуют хирургические, гинекологические, стоматологические инструменты, детали приборов и аппаратов, в том числе изготовленные из коррозионно-нестойких металлов, шприцы с пометкой 200 0 С, инъекционные иглы, изделия из силиконовой резины.
Перед стерилизацией воздушным методом изделия после предстерилизационной очистки обязательно высушивают в сушильном шкафу при температуре 85 °C до исчезновения видимой влаги.
Качество стерилизации воздушным методом зависит от равномерности распределения горячего воздуха в стерилизационной камере, что достигается правильной загрузкой стерилизатора. Изделия загружают в таком количестве, которое допускает свободную подачу воздуха к стерилизуемому изделию.
Изделия стерилизуют завернутыми в стерилизационные упаковочные материалы. Шприцы стерилизуют в разобранном виде.
Во время стерилизации металлических инструментов без упаковки их располагают так, чтобы они не касались друг друга.
Стерилизация в среде нагретых стеклянных шариков (гласперленовая)
В стерилизаторах, стерилизующим средством в которых является среда нагретых стеклянных шариков (гласперленовые шариковые стерилизаторы), стерилизуют изделия, применяемые в стоматологии (боры зубные, головки алмазные, дрильборы, а также рабочие части гладилок, экскаваторов, зондов и др.). При стерилизации стеклянные шарики нагреваются до температуры 190-240 0 С. Стерилизация проводится в течение 5 - 15 секунд.
Недостатком метода является возможность стерилизации только мелких инструментов. У более крупных инструментов для такой обработки доступна только рабочая часть. А полная их стерилизация даже при увеличении экспозиции не удается. Проблемы возникают и со средствами контроля работы этих стерилизаторов.
Инфракрасная стерилизация
Существуют стерилизаторы, в которых используется метод, основанный на применении кратковременного импульсного инфракрасного излучения, создающего в рабочей камере температуру 200±3 0 С. Время инфракрасной стерилизации инструментария в неупакованном виде составляет от 10 до 25 минут. Недостатками данного метода стерилизации являются отсутствие упаковки инструментов, повреждающее воздействие на полимерные материалы и резину, отсутствие контролирующих индикаторов.
Лучевая стерилизация .
Используют гамма и бета - частицы и относительно тяжелые нейтроны, протоны и т. д. Разница вызываемых ими биологических изменений почти незаметна. Радиоактивное излучение, проходя через среду, вызывает ионизацию последней, в связи с чем его называют ионизирующим излучением. Бактерицидный эффект ионизирующего излучения обусловлен воздействием на метаболические процессы бактериальной клетки. Наибольшее применение получила стерилизация гамма-лучами. Используются изотопы Co 60 и Cs 138 . Доза проникающей радиации значительна и составляет 2-2,5 Мрад. В связи с этим лучевая стерилизация в стационарах не производится и применяется в промышленных условиях.
Метод применяется для стерилизации одноразовых инструментов (шприцы, шовный материал, катетеры, зонды, системы для переливания крови, перчатки и др.). При сохранении целостности упаковки стерильные свойства предметов сохраняются в течение 5 лет.
Ультразвуковая стерилизация
Механические колебания с частотой от 2х10 4 до 2х10 8 колебаний в 1 секунду не воспринимаются ухом человека и называются ультразвуком. Для искусственного получения ультразвука служат специальные приборы. Источником ультразвука являются кристаллы кварца, турмалина, обладающие пьезоэлектрическими свойствами. Пьезоэлектрический эффект обусловлен явлением электрической поляризации кристаллов.
При воздействии на ткани ультразвуковой волны происходит образование микроскопических полостей, которые быстро закрываются под воздействием последующего сжатия. Такое явление называется кавитацией. Ультразвуковая кавитация приводит к образованию свободных радикалов, диссоциации молекул воды на ионы Н + и ОН - , что приводит к нарушению окислительно-восстановительных процессов в микробной клетке.
Ультразвуковые волны используются для стерилизации инструментов, подготовки рук медицинского персонала к операции. Для этого руки (инструменты) погружают в специальную ванну с дезинфицирующим раствором, через который пропускают ультразвуковые волны.
Стерилизация растворами химических средств
Стерилизация изделий растворами химических средств является вспомогательным методом, поскольку изделия нельзя простерилизовать в упаковке, а по окончании стерилизации их необходимо промыть стерильной жидкостью (питьевая вода, 0,9 % раствор натрия хлорида), что при нарушении правил асептики может привести к вторичному обсеменению простерилизованных изделий микроорганизмами.
Данный метод следует применять для стерилизации изделий, в конструкцию которых входят термолабильные материалы, то есть в тех случаях, когда особенности материалов изделий не позволяют использовать другие официально рекомендуемые методы стерилизации.
Для стерилизации растворами химических средств используют такие средства, как первомур, перекись водорода, дезоксон - 1, 4, стераниос 20%, сайдекс, лизоформин-3000, глютарал и др.
При стерилизации растворами химических средств используют стерильные емкости из стекла, металлов, термостойких пластмасс, выдерживающих стерилизацию паровым методом, или покрытые эмалью (эмаль без повреждений).
Температура растворов, за исключением специальных режимов применения перекиси водорода и средства Лизоформин 3000, должна составлять не менее 20 0 С для альдегидсодержащих средств и не менее 18 0 С – для остальных средств.
Стерилизацию проводят при полном погружении изделий в раствор, свободно их раскладывая. При большой длине изделия его укладывают по спирали. Разъемные изделия стерилизуют в разобранном виде. Каналы и полости заполняют раствором.
После стерилизации все манипуляции проводят, строго соблюдая правила асептики. Изделия извлекают из раствора с помощью стерильных пинцетов (корнцангов), удаляют раствор из каналов и полостей, а затем промывают в стерильной жидкости, налитой в стерильные емкости, согласно рекомендациям методического документа по применению конкретного средства. При каждом переносе из одной емкости в другую освобождение каналов и полостей и их заполнение свежей жидкостью осуществляют с помощью стерильного шприца, пипетки или иного приспособления.
Промытые стерильные изделия после удаления остатков жидкости из каналов и полостей используют сразу по назначению или помешают (с помощью стерильных пинцетов, корнцангов) на хранение в стерильную стерилизационную коробку, выложенную стерильной простыней, на срок не более 3 суток.
Газовая стерилизация
Для газового метода стерилизации используют смесь ОБ (смесь окиси этилена и бромистого метила в весовом соотношении 1:2,5 соответственно), окись этилена, пары раствора формальдегида в этиловом спирте , а также озон (табл. 4) .
Стерилизацию смесью ОБ и окисью этилена проводят при комнатной температуре (не менее 18 0 С), при температуре 35 0 С и 55 0 С, парами раствора формальдегида в этиловом спирте при температуре 80 0 С.
Уничтожить микроорганизмы можно путём воздействия, как физических факторов, так и химических средств, причём в зависимости от продолжительности воздействия (экспозиции) и интенсивности (концентрации) дезинфицирующих средств.
1. Профилактическая дезинфекция проводится с целью предупреждения ВБИ.
2. Очаговая дезинфекция проводится в очаге инфекции.
Очаговая дезинфекция делится:
На очаговую текущую дезинфекцию, осуществляемую в очаге инфекции, у постели инфекционного больного, проводится многократно;
Очаговую заключительную дезинфекцию, проводимую однократно но после изоляции, госпитализации в инфекционное отделение, выздоровления или смерти больного с целью полного освобождения инфекционного очага от возбудителей заболевания в первые 6-12 часов. В ЛПУ выполнение дезинфекционных мероприятий возлагается в основном на средний медицинский персонал, который должен руководствоваться инструктивно-методическими документами:
Приказами МЗ РБ в проведении дезинфекционных мероприятий в ЛПУ определённого профиля;
Этапы контроля |
Цель |
Используемые методы контроля |
Кто проводит |
Контроль работы
оборудования |
Оценить качество работы оборудования |
Физический |
|
Контро-ль качества стерилизации всей загрузки |
Оценить качество
стерилизации всего объема стерилизуемых материа-лов, используется тестовая упаковка
|
Химический, биологический |
Персонал, обслуживающий стерилизационное оборудование |
Контро-ль качества стерилизации и упаковки с материалами |
Оценить достижение параметров стерилизации внутри каждой упаковки в момент ее вскрытия непосредственно перед применением |
Химический, биологический |
Персонал отделений при использовании стерильных материалов |
Протоколирование полученных результатов |
Письмен-но подтвердить качество стерилизационного процесса |
Физиче-ский |
Вышеуказанные персонала
|
Оператор составляет протокол проведения стерилизации данной партии материала в специальном журнале учета параметров стерилизации (рис. 3).
Таблица 5
Размещение тестовой упаковки в зависимости от метода стерилизации
По результатам расшифровки индикаторов, размещаемых внутри тестовой упаковки, оператор делает заключение о качестве обработки всей партии стерилизуемых объектов и возможности (невозможности) дальнейшего использования материалов.
Качество обработки каждой конкретной упаковки с. материалами проверяется в отделениях, применяющих стерильные материалы данной партии. Правильность протоколирования результатов контролируется ответственным персоналом (старшая медсестра ЦСО, старшая медсестра отделения).
Упаковка материалов. Применяемые упаковочные материалы для любого метода стерилизации должны обладать следующими характеристиками:
Упаковочные материалы делятся на две категории: одноразового использования (бумага, бумажно-пластиковые материалы) и многоразового использования (контейнеры).
ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИСЕПТИКОВ И ДЕЗИНФЕКТАНТОВ. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ БАКТЕРИЙ К АНТИМИКРОБНЫМ ПРЕПАРАТАМ
Введение. Уничтожение патогенных для человека микробов является одной из важнейших проблем в профилактике и лечении различных заболеваний. Для борьбы с микробами используют методы асептики, антисептики, дезинфекции и антимикробной терапии. Каждый метод имеет свои особые цели и условия применения.
Тема 7.1. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ АНТИМИКРОБНОГО ДЕЙСТВИЯ ХИМИЧЕСКИХ И ФИЗИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ
Введение. Асептика - система мероприятий, предупреждающих внесение (попадание) микроорганизмов из окружающей среды в ткани или полости человеческого организма при лечебных и диагностических манипуляциях, а также в материал для исследования, в питательные среды и культуры микроорганизмов при лабораторных исследованиях. Асептика предусматривает соблюдение особых санитарно-гигиенических правил и приемов работы, а также специальную обработку инструментов, материалов, рук медицинских работников, помещений и т.д. с целью частичного (дезинфекция) или полного (стерилизация) уничтожения микробов.
Антисептика - комплекс лечебно-профилактических мероприятий, направленных на уничтожение микроорганизмов, способных вызвать инфекционный процесс, на поврежденных участках кожи и слизистых оболочек, путем обработки микро-бицидными веществами - антисептиками.
Стерилизация - полное уничтожение микроорганизмов, включая вегетативные формы и споры. Существуют 3 основные группы методов стерилизации: физические, механические и химические. Выбор метода, используемого для решения практической задачи, зависит от стерилизуемого объекта.
Дезинфекция - обеззараживание объектов окружающей среды. В отличие от стерилизации дезинфекция приводит к гибели большинства, но не всех форм микробов и, таким образом, обеспечивает только снижение микробной контаминации (загрязнения), а не полное обеззараживание объекта. Поэтому предметы, подвергшиеся дезинфекции, не являются абсолютно безопасными.
▲ План
▲ Программа
1. Асептика, антисептика и дезинфекция. Антисептики и дезинфектанты.
2. Антимикробное действие физических и химических факторов.
3. Методы стерилизации; аппаратура, используемая для стерилизации.
4. Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ.
Демонстрация
1. Аппаратура, используемая при стерилизации: автоклав, сушильный шкаф, аппаратура для фильтрации и УФ-облучения.
А Задание студентам
1. Учесть результаты опытов, поставленных с бактериальными тест-объектами для контроля эффективности стерилизации, проведенной путем кипячения и авто-клавирования. Сделать заключение.
2. Определить по готовым посевам антибактериальное действие УФ-лучей на стафилококки и кишечную палочку.
3. Учесть результаты опытов, поставленных для определения антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Сделать заключение.
Методы стерилизации
I. Физические методы. Воздействие высоких температур. Высокая температура обладает микробицидным действием благодаря способности вызывать денатурацию важнейших биополимеров, в первую очередь белков.
Стерилизация сухим жаром в сушильно-стерилизационном шкафу (печи Пастера) основана на бактерицидном действии нагретого до 165-170 °С воздуха в течение 45 мин. При более высокой температуре происходит обугливание ватных пробок, бумаги, в которую завернута посуда, а при более низкой температуре требуется большой срок стерилизации. Сухим жаром стерилизуют стеклянную посуду (чашки Петри, пробирки, пипетки и др.).
Автоклавирование - стерилизация перегретым водяным паром (при повышенном давлении) в паровом стерилизаторе (автоклаве). Один из наиболее эффективных методов стерилизации, который широко применяют не только в микробиологической, но и клинической практике. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и соблюдения правил безопасности. Максимальную температуру пара измеряют специальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной температурой плавления: бензонафтол (ПО °С), бензойную кислоту (120 °С). Многие питательные среды, перевязочный материал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15-20 мин, питательные среды с углеводами - при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала производят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин (табл. 7.1.1).
Таблица 7.1.1. Соотношение между давлением, температурой и продолжительностью стерилизации в паровом стерилизаторе (автоклаве)
0 100 30-60 (дробно) 0,5 111 20-30
1 121 15-20 1,5 127 15-20
Стерилизация текучим паром осуществляется в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Данный способ стерилизации основан на антибактериальном действии пара в отношении вегетативных клеток. Он применяется в тех случаях, когда стерилизуемый материал не выдерживает высокой температуры, например питательные среды с витаминами, углеводами. Для полного обеспложивания применяют принцип дробной стерилизации, т.е. стерилизуют материал при 100 "С (или 80-90 °С) в течение 20-30 мин 3 дня подряд. При этом вегетативные клетки погибают, а споры сохраняются и за 1 сут прорастают. Последующее двукратное прогревание обеспечивает достаточно надежную стерильность материала.
Тиндализация - это дробная стерилизация материалов при 56-58 "С в течение 1 ч 5-6 дней подряд. Применяется для стерилизации легко разрушающихся при высокой температуре веществ (сыворотка крови, витамины и др.).
Прокаливание в пламени спиртовки или газовой горелки при-
Меняют ограниченно, например для стерилизации бактериологических петель, препаровальных игл, пинцетов.
Воздействие ионизирующих излучений. Микроби-цидное действие ионизирующих излучений основано на их способности вызывать повреждения в молекуле ДНК. Для стерилизации одноразовых медицинских инструментов и бактериологического оборудования, чувствительного к термическим воздействиям (пластиковая посуда для культивирования микробов и клеточных культур, пластиковые шприцы, системы переливания крови и т.д.), обычно применяют стерилизацию у-излучением.
И. Механические методы. Основаны на фильтровании через специальные мембранные фильтры с малым размером пор, способные механически задерживать микроорганизмы. В лабораторной практике широко применяют бумажные и полимерные фильтры. Существуют фильтры с порами различных, строго откалиброванных размеров, что позволяет гарантированно очищать материал не только от бактерий, но и вирусов, а при необходимости и от некоторых макромолекул. Фильтрование используют для стерилизации жидких материалов, не выдерживающих нагревания (сыворотка крови, растворы антимикробных препаратов, компоненты питательных сред для бактерий и культур клеток), для получения бактериальных токсинов и других продуктов жизнедеятельности бактерий. Фильтрование является ведущим методом стерилизации воздуха в тех случаях, когда это необходимо. Для этого воздух пропускают через фильтры, пропитанные микробицидными веществами. Такие системы стерилизации применяют, например, в настольных боксах для работы с возбудителями особо опасных инфекций, а также в операционных блоках, родильных отделениях и т.д.
III. Химические методы. Основаны на обработке объекта химическими веществами, обладающими микробицидным действием и способными при соблюдении определенных режимов воздействия обеспечить полное уничтожение микрофлоры. Химическую стерилизацию обычно применяют для обработки различных приборов и инструментов многоразового использования, чувствительных к высоким температурам (фиброопти-ческие приборы, медицинские имплантаты и др.). К стерилизующим агентам относятся окись этилена, перекись водорода, глю-таровый альдегид, пероксиуксусная кислота, двуокись хлора.
Независимо от метода во всех случаях требуется регулярный контроль эффективности процедуры стерилизации. С этой целью используют биологические индикаторы - известные микроорганизмы, наиболее устойчивые к данному способу обработки (например, споры Bacillus stearothermophilus для контроля эффективности автоклавирования, Bacillus subtilis - для контроля сухожаровой стерилизации). Существуют также физико-химические индикаторы - вещества, которые претерпевают види-
мые изменения (изменяют цвет, агрегатное состояние и т.д.) только при соблюдении правильного режима обработки.
Методы дезинфекции
Для дезинфекции применяют физические и химические методы.
I. Физические методы.
Воздействие высоких темпера
тур.
Кипячение. Шприцы, мелкий хирургический инструментарий, предметные и покровные стекла и некоторые другие предметы помещают в стерилизаторы, в которые наливают воду. Для устранения жесткости и повышения температуры кипячения к воде добавляют 1-2 % раствор бикарбоната натрия. Кипячение производят не менее 30 мин. При кипячении некоторые вирусы (например, вирус гепатита В) и споры бактерий сохраняют жизнеспособность.
Пастеризация основана на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бактериальных спор. Нагревание материала производится при температуре 50-65 "С в течение 5-10 мин с последующим быстрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).
Воздействие ионизирующих излучений. Ультрафиолетовое излучение (УФ) с длиной волны 260-300 мкм обладает достаточно выраженным микробицидным действием, однако некоторые виды микробов и споры резистентны к УФ. Поэтому УФ-облучение не способно обеспечить полного уничтожения микрофлоры - стерилизацию объекта. Обработку УФ обычно используют для частичного обеззараживания (дезинфекции) крупных объектов: поверхностей предметов, помещений, воздуха в медицинских учреждениях, микробиологических лабораториях и т.д.
Гамма-излучение обладает выраженным микробицидным действием на большинство микроорганизмов, включая вегетативные формы бактерий и споры большинства видов, грибы, вирусы. Применяют для стерилизации пластиковой посуды и медицинских инструментов одноразового использования. Следует иметь в виду, что обработка гамма-излучением не обеспечивает уничтожения таких инфекционных агентов, как прионы.
II. Химические методы.
Это обработка объекта дезинфектан-
тами - микробицидными химическими веществами. Некото
рые из этих соединений могут оказывать токсическое действие
на организм человека, поэтому их применяют исключительно
Для обработки внешних объектов. В качестве дезинфектантов
обычно используют перекись водорода, хлорсодержащие со
единения (0,1-10 % раствор хлорной извести, 0,5-5 % раствор
хлорамина, 0,1-10
% раствор двутретьеосновной соли гипо-
Хлората кальция - ДТСГК), формальдегид, фенолы (3-5 % раствор фенола, лизола или карболовой кислоты), йодофоры. Выбор дезинфицирующего вещества и его концентрации зависят от материала, подлежащего дезинфекции. Дезинфекция может быть достаточной процедурой для обеззараживания только таких медицинских инструментов, которые не проникают через естественные барьеры организма (ларингоскопы, цистоскопы, системы для искусственной вентиляции легких). Некоторые вещества (борная кислота, мертиолат, глицерин) применяют как консерванты для приготовления лечебных и диагностических сывороток, вакцин и других препаратов.
Методы антисептики
В качестве антисептиков используют только малотоксичные для организма соединения, оказывающие антимикробное действие. Наиболее часто применяют 70 % этиловый спирт, 5 % раствор йода, 0,1 % раствор КМп0 4 , 0,5-1 % спиртовые растворы метиленового синего или бриллиантового зеленого, 0,75-4,0 % раствор хлоргексидина, 1-3 % раствор гексахло-рофена и некоторые другие соединения. Антимикробные вещества добавляют также к материалам, используемым при изготовлении перевязочных средств, лейкопластырей, зубных протезов, пломбировочных материалов и т.п. с целью придания им бактерицидных свойств.
Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Изучение антибактериального действия высоких температур. В пробирки с питательным бульоном поместить шелковые нити, смоченные смесью спорообразующей (3 пробирки) и неспорообразующей (3 пробирки) культур. По одной пробирке с каждой культурой подвергнуть автоклавированию или кипячению; контрольные пробирки никакому воздействию не подвергать. После обработки все посевы выдержать в термостате при 37 °С в течение 24 ч. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.
Контроль стерильности перевязочного материала и хирургических инструментов. Проводят посев исследуемых образцов (или смывов с поверхности крупных инструментов) на три среды: сахарный бульон, тиогликолевую среду и жидкую среду Сабуро. Посевы инкубируют в термостате 14 дней. При отсутствии роста во всех посевах материал считают стерильным.
Изучение антибактериального действия УФ-лучей. Суспензию стафилококка или E.coli в изотоническом растворе хлорида натрия в объеме 1 мл поместить на расстоянии 10-20 см от центра лампы. Облученную и необлученную (контроль) суспензии бактерий засеять в питательный бульон и инкубировать
при 37 "С в течение 16-24 ч, после чего оценить результаты: отсутствие помутнения среды связано с гибелью облученной культуры бактерий, в контроле отмечается помутнение, что свидетельствует о наличии роста.
Определение антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих средств. 1. Подготовить два вида тест-объектов: а) шелковые нити, смоченные культурой E.coli; б) шелковые нити, смоченные спорообразующей культурой (с большим содержанием спор). Нити поместить в растворы фенола (5 %), лизола (5 %), хлорной извести (10 %) на 5 и 60 мин, после чего отмыть от исследуемых веществ, засеять в питательный бульон и поместить в термостат до следующего дня. Контрольные пробы действию химических веществ не подвергать. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.
2. Диски из фильтровальной бумаги смочить растворами исследуемых веществ и поместить на поверхность питательного агара в чашке Петри, засеянной (газоном) тест-культурой стафилококка или кишечной палочки. Чашку инкубировать в течение суток при 37 °С. Об антибактериальном действии исследуемых веществ судят по диаметру зон задержки роста бактерий, образующихся вокруг дисков.
Тема 7.2. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИМИКРОБНЫХ ПРЕПАРАТОВ
Введение. Антимикробные препараты (природные и синтетические антибиотики) используются для лечения заболеваний, вызванных микроорганизмами. Для эффективной терапии необходим подбор препарата, обладающего наибольшей активностью по отношению к данному возбудителю инфекции и оказывающего наименьший вред нормальной микрофлоре человека. Широкое распространение бактериальных штаммов, обладающих различной степенью устойчивости ко многим препаратам (полирезистентностью), делает особенно актуальными качественную (метод дисков) и количественную (метод серийных разведений) оценку чувствительности бактерий к лечебным препаратам.
▲ Программа
1. Спектры действия основных групп антимикробных препаратов.
2. Оценка действия на бактерии антимикробных препаратов методом дисков.
3. Определение минимальной ингибирующей концентрации (МИК) антимикробных препаратов методом серийных разведений.
А. Демонстрация
1. Антимикробные препараты различных групп.
2. Стандартные бумажные диски, пропитанные антимикробными препаратами, для определения чувствительности к ним бактерий.
3. Таблицы и схемы антимикробных спектров важнейших групп антибиотиков и механизмы их антибактериального действия.
Задание студентам
1. Поставить опыт по определению чувствительности стафилококков к различным антибиотикам методом дисков.
2. По результатам поставленного опыта определить минимальную ингибирующую концентрацию пенициллина для различных бактериальных культур методом серийных разведений.
Методические указания
Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом серийных разведений.Данный метод применяют для определения минимальной подавляющей концентрации (МП К) - наименьшей концентрации антибиотика, полностью подавляющей рост исследуемых бактерий. Готовят основной раствор антибиотика, содержащий препарат в определенной концентрации (мкг/мл или ЕД/мл) в физиологическом или буферном растворе или в специальном растворителе. Основной раствор используют для приготовления серийных (2-кратных) разведений антибиотика в питательной среде - бульоне (в объеме 1 мл) или агаре. Из исследуемой бактериальной культуры готовят суспензию стандартной плотности и засевают по 0,1 мл на среды с разной концентрацией антибиотика, а также на среду без препарата (контроль культуры). Посевы инкубируют при 37 "С 20-24 ч или более (для медленно растущих бактерий), после чего отмечают результаты опыта по помутнению питательного бульона или появлению видимого роста бактерий на агаре, сравнивая с контролем. Наименьшая концентрация антибиотика, полностью подавляющая рост исследуемой культуры, принимается за МПК.
шую концентрацию препарата, препятствующую развитию ЦПД или накоплению в клетках антигенов возбудителя, принимают за МПК.
Интерпретацию результатов, т.е. оценку клинической чувствительности, осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.1. К чувствительным относятся штаммы бактерий, рост которых подавляется при концентрациях препарата, обнаруживаемых в сыворотке крови пациента при использовании средних терапевтических доз антибиотиков. К умеренно устойчивым относятся штаммы, для подавления роста которых требуются концентрации, создающиеся в сыворотке крови при введении максимальных лечебных доз препарата. Устойчивыми являются микроорганизмы, рост которых не подавляется препаратом в концентрациях, создаваемых в организме при использовании максимально допустимых доз.
Таблица 7.2.1. Интерпретация результатов определения чувствительности бактерий к антибиотикам методом серийных разведений
Антибиотик | МПК (мкг/мл) | ||
чувстви- | промежу- | устой- | |
тельные | точные | чивые | |
(S) | (D | (R) | |
Пенициллины | |||
Бензилпенициллин: | |||
для стафилококков | £0,12 | - | >0,25 |
для других бактерий | <1,5 | >1,5 | |
Оксациллин | |||
для Staphylococcus aureus | <2 | - | >4 |
для других видов стафилококков | <0,25 | - | >0,5 |
Метициллин | <2 | - | >4 |
Ампициллин: | |||
для стафилококков | <0,25 | - | >0,5 |
для E.coli и других энтеробактерий | <8 | >32 | |
Карбенициллин: | |||
для E.coli и других энтеробактерий | <16 | >64 | |
для Pseudomonas aeruginosa | <128 | >512 | |
Пиперрациллин | |||
для E.coli и других энтеробактерий | <16 | >64 | |
для Pseudomonas aeruginosa | >64 | - | >182 |
Азлоциллин | <64 | - | >128 |
Цефалоспорины | |||
Цефазолин | <8 | >32 | |
Цефалотин | <8 | >32 | |
Цефаклор | <8 | >32 | |
Цефалексин | <8 | >32 | |
Цефуроксим | <8 | >32 |
Продолжение
промежуточные (D
Цефамандол | <8 | >32 | ||
Цефотаксим | <8 | 16-32 | >64 | |
Цефтриаксон | <8 | 16-32 | >64 | |
Цефоперазон | <16 | >64 | ||
Цефтазидим | <8 | >32 | ||
Цефепим | Новые бета | <8 -лактамы | >32 | |
Имипенем | <4 | >16 | ||
Меропенем | <4 | >16 | ||
Хинолоны | ||||
Налидиксовая кислота | SI6 | - | >32 | |
Ципрофлоксацин | <1 | >4 | ||
Офлоксацин | <2 | >8 | ||
Норфлоксацин | <4 юзиды | >16 | ||
Аминогли | ||||
Канамицин | <16 | >64 | ||
Гентамицин | <4 | >16 | ||
Тобрамицин | <4 | >16 | ||
Амикацин | <16 | >64 | ||
Нетилмицин | <8 | >32 | ||
Тетрациклины,макролиды, линкозамиды | ||||
Тетрациклин | <2 | 4-8 | >16 | |
Доксициклин | <4 | >16 | ||
Эритромицин | 50,5 | 1-4 | >8 | |
Азитромицин | <2 | >8 | ||
Кларитромицин | <2 | >8 | ||
Алеандомицин | <2 | >8 | ||
Линкомицин | <2 | >8 | ||
Клиндамицин | <0,25 | 0,5 | >1 | |
Антибиотики других групп | ||||
Хлорамфеникол (лев | омицетин) | <8 | >32 | |
Фузидиевая кислота | <2 | 4-8 | >16 | |
Рифампицин | <2 | >8 | ||
Полимиксин | <50 ЕД/мл | >50 ЕД/мл | ||
Ванкомицин | <4 | 8-16 | S32 | |
Фурадонин | <32 | >128 |
Микротест-системы для определения чувствительности к антимикробным препаратам. Микротест-системы предназначены для быстрого определения клинической чувствительности к антибиотикам бактерий определенных видов или родственных групп. Тестируемые препараты в стандартных концентрациях находятся в лунках готовых пластиковых планшетов. Определяют чувствительность исследуемой культуры к двум концентрациям каждого антибиотика: средней терапевтической и максимальной. Материал из изолированной колонии с помощью мерной бактериологической петли (объем 1 мкл) вносят в 5 мл стандартной питательной среды, содержащей индикатор, и готовят суспензию. Готовую бактериальную суспензию разливают в лунки планшета по 0,1 мл и инкубируют при оптимальных для данного вида бактерий условиях температуры и газового состава среды. О росте бактерий судят по изменению цвета индикатора, что позволяет существенно сократить сроки исследования. Если бактерии сохраняют жизнеспособность в присутствии антибиотика, выделение продуктов метаболизма приводит к изменению цвета индикатора. Отсутствие изменения цвета свидетельствует о полном подавлении жизнедеятельности микроба. Результаты определяют через 4 ч инкубации с помощью спектрофотометра.
Определение клинической чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом дисков (диффузионный тест). Метод основан на подавлении роста бактерий на плотной питательной среде под действием антибиотика, содержащегося в бумажном диске. В результате диффузии препарата в агар вокруг диска образуется градиент концентрации антибиотика. Размер зоны подавления роста зависит от чувствительности бактерии и свойств препарата (в частности, скорости диффузии в агаре). Для определения чувствительности в клинической практике применяют готовые стандартные диски со строго определенным содержанием антибиотиков. Содержание препарата определяется исходя из терапевтических концентраций каждого антибиотика и средних значений МПК для патогенных бактерий. Название препарата и его количество обозначено на каждом диске. Для определения чувствительности из исследуемой бактериальной культуры готовят взвесь, содержащую стандартное количество жизнеспособных клеток, и засевают газоном в чашки Петри (диаметр 100 мм) на среды Мюллера-Хинтон или АГВ (специальные среды, не препятствующие диффузии антимикробных веществ и не оказывающие на них негативного воздействия). Диски на засеянную поверхность накладывают с помощью аппликатора на расстоянии 2,5 см от центра чашки по кругу (рис. 7.2.1). На чашку помещают не более 5 дисков. Посевы инкубируют 18-20 ч при 35 С. При корректном выполнении процедуры на фоне равномерного бактериального газона вокруг дисков образуются
Зоны подавления роста, имеющие круглую форму. Учет результатов осуществляют путем измерения диаметра зоны подавления роста. За зону, подлежащую измерению, принимают тот участок, на котором рост бактерий отсутствует полностью. Интерпретацию полученных результатов (вывод о чувствительности) осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.2.
Таблица 7.2.2. Интерпретация результатов определения чувствительности бактерий к антибиотикам методом дисков (на среде АГВ)
Пенициллины
Бензилпенициллин: | ||||
при испытании стафилококков | £20 | 21- | -28 | >29 |
при испытании других бактерий | £10 | 11- | -16 | £17 |
Ампициллин: | ||||
при испытании стафилококков | <20 | 21- | -28 | £29 |
при испытании грамотрицатель- | ||||
ных бактерий и энтерококков | <9 | 10- | -13 | >14 |
Карбенициллин (25 мкг) | £14 | 15- | -18 | >19 |
Карбенициллин (100 мкг) при | ||||
испытании P. aeruginosa | £11 | 12- | -14 | £15 |
Метициллин | £13 | 14- | -18 | >19 |
Оксациллин (10 мкг) | $15 | 16- | -19 | £20 |
Азлоциллин (для P.aeruginosa) | £13 | 14- | -16 | £16 |
Пиперациллин (для P.aeruginosa) | <17 | >18 | ||
Азтреонам | <15 | 16- | -21 | £22 |
Цефалоспорины
Продолжение
Антибиотик | Диаметр | зоны задержки роста | |
(мм) | |||
чувстви- | промежу- | устой- | |
тельные | точные | чивые | |
(S) | (D | (R) | |
Новые бета-лактамы | |||
Имипенем* <13 | 14-15 | >16 | |
Меропенем* <13 | 14-15 | >16 | |
Хинолоны | |||
Ципрофлоксацин <15 | 16-20 | >21 | |
Офлоксацин <12 | 13-16 | >17 | |
Налидиксовая кислота* <12 | 13-17 | >18 | |
Аминогликозиды | |||
Стрептомицин <16 | 17-19 | >20 | |
Канамицин <14 | 15-18 | >19 | |
Гентамицин £15 | - | >16 | |
Сизомицин <15 | - | >16 | |
Тобрамицин <14 | - | >15 | |
Амикацин <14 | 15-16 | >17 | |
Нетилмицин <12 | 13-14 | >15 | |
Тетрациклины, макролиды, линкозамиды | |||
Тетрациклин <16 | 17-20 | >22 | |
Доксициклин <15 | 16-19 | >20 | |
Эритромицин <17 | 18-21 | >22 | |
Азитромицин <13 | 14-17 | >18 | |
Рокситромицин* <14 | 15-18 | >19 | |
Кларитромицин* £13 | 14-17 | >18 | |
Линкомицин <19 | 20-23 | £24 | |
Клиндамицин £14 | 15-20 | >21 | |
Олеандомицин £16 | 17-20 | >21 | |
Антибиотики других групп | |||
Хлорамфеникол <15 | 16-18 | >19 | |
Фузидиевая кислота <16 | 17-20 | >21 | |
Рифампицин <12 | 13-15 | >16 | |
Полимиксин <11 | 12-14 | >15 | |
Ванкомицин: | |||
для стафилококков <11 | - | >12 | |
для энтерококков <14 | 15-16 | >17 | |
Ристомицин <9 | 10-11 | >12 | |
Фурадонин £15 | 16-18 | >19 | |
Фурагин £15 | 16-18 | >19 |
*Предварительные данные.
Применение метода дисков имеет ряд ограничений. Метод пригоден только для определения чувствительности быстрорастущих бактерий, образующих в течение 24 ч гомогенный газон на стандартной плотной питательной среде достаточно простого состава (Мюллера-Хинтон или АГВ), не содержащей веществ, способных снижать активность антибиотиков или препятствовать их диффузии. В противном случае полученная информация будет недостоверной.
Таким образом, метод дисков не может быть использован для определения чувствительности к антибиотикам всех медленно растущих и большинства прихотливых бактерий, к числу которых относятся многие возбудители болезней человека (Mycobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. и многие другие). При определении чувствительности некоторых прихотливых бактерий, для которых разработаны стандартные тесты {Haemophilus spp., Neisseria spp., определенные виды стрептококков), следует использовать специальные питательные среды и дополнительные критерии при интерпретации полученных результатов.
Метод дисков не дает надежных результатов также при определении чувствительности бактерий к препаратам, плохо диффундирующим в агар, например, полипептидным антибиотикам (полимиксин, ристомицин).
Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам с помощью Е-теста. Е-тест представляет собой вариант диффузионного метода, позволяющий определять МПК антибиотика. Вместо дисков используют стандартные полимерные полоски, приготовленные по специальной технологии (АВ BIODISK) и содержащие иммобилизованные антимикробные препараты, нанесенные в виде непрерывного градиента концентрации. На другой стороне полоски
Таблица 7.2.3. Определение МПК антимикробных препаратов методом серийных разведений
Е-теста нанесена шкала значений МПК. При помещении полоски на поверхность агара регулируемый процесс диффузии обеспечивает создание в питательной среде вокруг полоски стабильного градиента концентрации препарата, соответствующего шкале. Процедура определения чувствительности с помощью Е-теста осуществляется аналогично тестированию методом дисков. После инкубации посева вокруг полоски образуется зона задержки роста, имеющая форму эллипса. Значение МПК соответствует месту пересечения эллипсовидной зоны с полоской Е-теста. Для интерпретации результатов (оценки клинической чувствительности) используют стандартные критерии (табл. 7.2.3).
ЭКОЛОГИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ
Введение. Экология микроорганизмов является разделом общей микробиологии и изучает взаимоотношения микро- и макроорганизмов, совместно обитающих в определенных биотопах. В естественных средах обитания (почве, воде, воздухе, живых организмах) микробы входят в состав различных биоценозов. Экология микробов, вызывающих заболевания человека, определяется их способностью выживать во внешней среде, менять хозяев, сохраняться в организме хозяина на фоне действия иммунной системы, а также связана со способами их распространения, передачи и рядом других факторов. Оценка ряда экологических условий является одной из главных задач санитарной микробиологии.
Санитарно-бактериологические исследования лежат в основе практической работы санитарных врачей и эпидемиологов при санитарно-гигиенической оценке объектов окружающей среды, пищевых продуктов, напитков и т.д. и играют ведущую роль в профилактике инфекционных болезней. Важным объектом изучения медицинской микробиологии является нормальная микрофлора организма человека, которая включает микробы, обитающие на кожных покровах, слизистых оболочках различных органов (полости рта, зева, носоглотки, верхних участков дыхательных путей, кишечника, особенно толстой кишки, и т.д.). Одни из них являются постоянными (облигат-ными) обитателями организма человека, другие - временными (факультативными или транзиторными). Нормальная микрофлора - это жизненно важная система организма, которая обеспечивает защиту от многих патогенных микробов, созревание и стимуляцию иммунной системы, продукцию ряда витаминов и ферментов, участвующих в пищеварении, и др.
Качественный и количественный состав микрофлоры человека меняется в течение жизни и зависит от пола, возраста, характера питания и др. Кроме того, колебания в составе микрофлоры человека могут быть обусловлены возникновением заболеваний и применением лекарственных препаратов, прежде всего антибиотиков и иммуномодуляторов. Оценка качественного и количественного состава микрофлоры организма человека по определенным показателям позволяет выявить его нарушение (дисбактериоз) и связанные с ним последствия.
Тема 8.1. МИКРОФЛОРА ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ. МЕТОДЫ САНИТАРНО-БАКТЕРИОЛОГИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ
ж Программа
1. Микрофлора воды, воздуха и почвы.
2. Санитарно-показательные микроорганизмы и их значение.
3. Методы определения коли-индекса, коли-титра и микробного числа воды.
4. Методы определения микробного числа воздуха.
5. Методы определения перфрингенс-титра, коли-титра и микробного числа почвы.
А Демонстрация
1. Санитарно-бактериологическое исследование воды методом мембранных фильтров.
2. Санитарно-бактериологическое исследование воздуха. Аппарат Кротова. Рост микроорганизмов на МПА в чашке Петри. Рост гемолитических стрептококков на кровяном агаре.
3. Санитарно-бактериологическое исследование почвы. Рост Proteus vulgaris (по Шукевичу).
а Задание студентам
1. Провести оценку санитарно-бактериологического состояния воды по результатам определения микробного числа, коли-индекса и коли-титра.
2. Провести оценку санитарно-бактериологического состояния воздуха по результатам определения микробного числа.
3. Провести оценку санитарно-бактериологического состояния почвы по результатам определения микробного числа, коли-титра, перфрингенс-титра и титра термофильных бактерий.
4. Сделать посев смыва с кожи рук на глюкозопептон-ную среду.
▲ Методические указания
Микробиологические методы исследования окружающей среды
Для оценки санитарно-гигиенического состояния различных объектов окружающей среды, воды, пищевых продуктов и др. проводят санитарно-бактериологические исследования, целевое назначение которых состоит в определении эпидемической опасности. Однако прямое обнаружение патогенных микробов связано с рядом трудностей, обусловленных прежде всего низкой концентрацией данных микробов, которые, как правило, не могут размножаться в воздухе, воде, почве. Поэтому в санитарно-микробиологической практике применяют косвенные методы, основанные на определении общей микробной обсемененности того или другого объекта и на обнаружении в нем так называемых санитарно-показателъных бактерий (табл. 8.1.1).
Таблица 8.1.1. Санитарно-показательные бактерии окружающей среды и пищевых продуктов
Объект | Характер загрязнения | Санитарно-показательные бактерии |
Вода | Фекальное | Бактерии группы кишечных палочек Escherichia coli, Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterococ-cus faecalis |
Почва | То же | Те же бактерии и клостридии {Clostridium perfringens, CI. sporo-genes и др.) |
Промышленно-быто- | Термофильные бактерии, Proteus | |
вые (разлагающиеся отбросы) | vulgaris | |
Пищевые | Фекальное | |
продукты | лочек S. faecalis, P. vulgaris | |
Орально-капельное | Staphylococcus aureus | |
Предметы | Фекальное | Бактерии группы кишечных па- |
обихода | лочек, P. vulgaris, E. faecalis | |
Орально-капельное | S. aureus | |
Воздух | То же | S. aureus, S. pyogenes |
Вода, | Промышленное | Производственные штаммы мик- |
почва, | робов | |
воздух |
Санитарно-показательными микробами, свидетельствующими о фекальном загрязнении окружающей среды, являются бактерии группы кишечной палочки (БГКП). Они принадлежат к разным родам семейства Enterobacteriaceae. Дифференциально-диагностические признаки БГКП представлены в табл. 8.1.2. Обнаружение E.coli в каких-либо объектах окружающей среды или пищевых продуктах считается наиболее достоверным показателем свежего фекального загрязнения. Наличие бактерий родов Citrobacter и Enterobacter указывает на относительно давнее фекальное загрязнение. Присутствие Clostridium perfrin-gens, С. sporogens и других клостридий в почве свидетельствует о ее фекальном загрязнении, причем как свежем, так и давнем, поскольку эти бактерии образуют споры, что позволяет им длительно сохраняться в окружающей среде (в частности, в почве). Обнаружение в объектах окружающей среды Enterococ-cusfaecalis также свидетельствует об их фекальном загрязнении. К группе термофильных бактерий относятся неродственные бактерии, представители различных семейств, способных размножаться при температуре 60 °С и выше {Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus и др.). Они не являются постоянными обитателями кишечника человека и не служат критериями фекального загрязнения окружающей среды. Резкое увеличение количества этих бактерий может свидетельствовать о загрязнении почвы разлагающимися отбросами, поскольку они размножаются в саморазогревающемся навозе и компостах.
Таблица 8.1.2. Дифференциально-диагностические признаки БГКП
Escherichia Смесь + - +
coli кислот
Citrobacter То же + - р + +
freundii
Enterobacter Бутан- - + - + +
aerogenes диол
Условные обозначения: (+) - положительная реакция, (-) - отрицательная реакция, р - различные реакции.
Бактерии, принадлежащие к роду Proteus {P.vulgaris и др.) семейства Enterobacterceae, широко распространены в природе. Эти гнилостные бактерии в большом количестве встречаются на разлагающихся останках животных и растений. Обнаружение этих бактерий в каких-либо пищевых продуктах свидетельствует о гнилостном распаде.
Гемолитические стрептококки (S.pyogenes), являясь транзитными обитателями носоглотки и зева, выделяются с капельками слизи воздушно-капельным путем. Сроки выживания гемолитических стрептококков в окружающей среде практически не отличаются от сроков, характерных для большинства других возбудителей воздушно-капельных инфекций. Обнаружение гемолитических стрептококков в воздухе помещений указывает на возможное его загрязнение микробами, содержащимися в зеве, носоглотке, верхних дыхательных путях человека и являющимися возбудителями воздушно-капельных инфекций. Staphylococcus aureus является факультативным обитателем носоглотки, зева, а также кожных покровов человека. Его присутствие в воздухе помещений или на находящихся там предметах является показателем воздушно-капельного загрязнения. Одновременное обнаружение золотистого стафилококка и гемолитических стрептококков свидетельствует о высокой степени загрязнения воздуха.
Санитарно-бактериологическое исследование воды
Определение микробного числа воды. Водопроводную воду засевают в объеме 1 мл, воду открытых водоемов - в объемах 1,0; 0,1 и 0,01 мл. Все пробы вносят в стерильные чашки Петри, после чего их заливают 10-12 мл расплавленного и остуженного до 45-50 °С питательного агара, который тща-
Тельно перемешивают с водой. Посевы инкубируют при 37 °С в течение 1-2 сут. Воду из открытых водоемов засевают параллельно на две серии чашек, одну из которых инкубируют при 37 °С в течение 1 сут, а другую - 2 сут при 20 °С. Затем подсчитывают количество выросших на поверхности и в глубине среды колоний и вычисляют микробное число воды - количество микроорганизмов в 1 мл.
Определение коли-титра и коли-индекса воды. Коли-титр воды - минимальное количество воды (мл), в котором обнаруживаются БГКП. Коли-индекс - количество БГКП в 1 л воды. Эти показатели определяют титрационным (бродильным) методом или методом мембранных фильтров.
Метод титрования. Производят посев различных объемов воды в глюкозопептонную среду (1 % пептонная вода, 0,5 % раствор глюкозы, 0,5 % раствор хлорида натрия, индикатор Андреде и поплавок), причем для посевов больших количеств (100 и 10 мл) используют концентрированную среду, содержащую 10-кратные количества указанных веществ.
Воду открытых поверхностных водоемов исследуют в объемах 100; 10; 1,0 и 0,1 мл. Для исследования водопроводной воды делают посевы трех объемов по 100 мл, трех объемов по 10 мл и трех объемов по 1 мл. Посевы инкубируют в течение 1 сут при 37 °С. О брожении судят по наличию пузырьков газа в поплавке. Из забродивших или помутневших проб производят посевы на среду Эндо. Из выросших колоний делают мазки, окрашивают по методу Грама и ставят оксидазный тест, позволяющий дифференцировать бактерии родов Escherichia, Citrobacter и Enterobacter от грамотрицательных бактерий семейства Pseudomonadaceae и других оксидазоположительных бактерий, обитающих в воде. С этой целью стеклянной палочкой снимают 2-3 изолированные колонии с поверхности среды, наносят штрихом на фильтровальную бумагу, смоченную ди-метил-п-фенилендиамином. При отрицательном оксидазном тесте цвет бумаги не изменяется, при положительном она окрашивается в синий цвет в течение 1 мин. Грамотрицатель-ные палочки, не образующие оксидазу, вновь исследуют в бродильном тесте - вносят в полужидкий питательный агар с 0,5 % раствором глюкозы и инкубируют при 37 °С в течение 1 сут. При положительном результате определяют коли-титр и коли-индекс по статистической табл. 8.1.3.
Метод мембранных фильтров. Мембранный фильтр № 3 помещают в воронку Зейтца, вмонтированную в колбу Бунзена, которая присоединяется к вакуумному насосу. Мембранные фильтры предварительно стерилизуют кипячением в дистиллированной воде. Воду из водопроводной сети и воду артезианских скважин фильтруют в объеме 333 мл. Чистую воду открытого водоема фильтруют в объеме 100, 10, 1,0 и 0,1 мл, более загрязненную перед фильтрованием разводят стерильной
Таблица 8.1.3. Определение индекса бактерий группы кишечных палочек при исследовании воды
Коли-титр
из 3 объемов по 100 мл
водой. Затем фильтры помещают на поверхность среды Эндо в чашки Петри и после инкубации при 37 °С в течение 1 сут подсчитывают количество выросших колоний, типичных для БГКП. Из 2-3 колоний красного цвета готовят мазки, окрашивают по методу Грама и определяют оксидазную активность. Для этого фильтр с выросшими на нем колониями бактерий переносят пинцетом, не переворачивая, на кружок фильтровальной бумаги, смоченной диметил-п-фенилендиамином. При наличии оксидазы индикатор окрашивает колонию в синий цвет. 2-3 колонии, не изменившие первоначальную окраску, засевают в полужидкую среду с 0,5 % раствором глюкозы. Посевы инкубируют в течение суток при 37 °С. При наличии газообразования подсчитывают число красных колоний на фильтре и определяют коли-индекс. Нормативные показатели для питьевой воды приведены в табл. 8.1.4.
Таблица 8.1.4. Нормативы для питьевой воды (ГОСТ 2874-82)
Норматив |
Показатель
Число микробов в 1 мл воды, не более 100
Число бактерий группы кишечных палочек в 1 л воды 3
(коли-индекс), не более
Для определения титра Enterococcus faecalis готовят 10-кратные разведения воды. Цельную воду и ее разведения в объеме 1 мл засевают в одну из жидких элективных сред (КФ, поли-
Миксиновая и др.), инкубируют при 37 "С в течение 2 сут, через 24 и 48 ч производят высевы на плотные элективно-дифференциальные среды: агар КФ, агар ТТХ (среда с трифенилтетра-золий-хлоридом), полимиксинтеллуритный агар. Идентифицируют стрептококки по виду колоний, морфологии клеток и окраске по методу Грама. На среде с ТТХ стрептококки образуют колонии темно-красного цвета, на агаре с теллуритом - черного цвета.
Состав сред. Среда КФ:2% питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 2 % лактозы, 0,4 % азида натрия, 0,06 % карбоната натрия, индикатор бромкрезоловый красный.
Полимиксиновая среда: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, полимиксин М 200 ЕД/мл, индикатор бромтимоловый синий.
Полимиксинтеллуритный агар: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, полимиксин М 200 ЕД/мл, 0,01 % теллурита калия.
Агар трифенилтетразолий-хлорид (ТТХ): 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, 0,01 % ТТХ.
При определении индекса E.faecalis пользуются статистическими таблицами, применяемыми при установлении коли-ин-декса. Кроме того, с этой целью используют метод мембранных фильтров. Для обнаружения патогенных бактерий воду пропускают через мембранные фильтры, которые затем помещают в жидкие элективные среды или на поверхность плотных дифференциально-диагностических сред.
Санитарно-бактериологическое исследование воздуха
Определение микробного числа воздуха. Количественные микробиологические методы исследования воздуха основаны на принципах осаждения (седиментации), аспирации или фильтрации.
Седиментационный метод. Две чашки Петри с питательным агаром оставляют открытыми в течение 60 мин, после чего посевы инкубируют в термостате при 37 "С. Результаты оценивают по суммарному числу колоний, выросших на обеих чашках: при наличии менее 250 колоний воздух считается чистым; 250-500 колоний свидетельствует о загрязнении средней степени, при количестве колоний более 500 - загрязненным.
Аспирационный метод. Это более точный количественный метод определения микробного числа воздуха. Посев воздуха осуществляют с помощью приборов. Аппарат Кротова (рис. 8.1.1) устроен таким образом, что воздух с заданной скоростью засасывается через узкую щель плексигласовой пластины, закрывающей чашку Петри с питательным агаром.
Рис.8.1.1. Аппарат Кротова для бактериологического исследования
При этом частицы аэрозоля с содержащимися на них микроорганизмами равномерно фиксируются на всей поверхности среды благодаря постоянному вращению чашки под входной щелью. После инкубации посева в термостате проводят расчет микробного числа по формуле:
а х 1000 х ~ у
где а - количество выросших на чашке колоний; V - объем пропущенного через прибор воздуха, дм 3 ; 1000 - стандартный объем воздуха, дм 3 .
При определении микробного числа воздуха используют питательный агар для выделения гемолитических стрептококков - кровяной агар с добавлением генцианового фиолетового с последующим контрольным микроскопированием и выборочным пересевом подозрительных колоний на кровяной агар.
Состав сред. Кровяной агар с генциановым фиолетовым: 2 % питательного агара, 5-10 % дефибринированной крови лошади, кролика или барана, генциановый фиолетовый (1:50 000).
Желточно-солевой агар (ЖСА): 2 % питательного ага-ра, 10 % хлорида натрия, 20 % (по объему) желточной взвеси (1 желток куриного яйца на 200 мл изотонического раствора хлорида натрия).
Для исследования воздуха могут применяться и другие приборы (Дьякова, Речменского, Киктенко, ПАБ-1 - пробоотбор-
Ник аэрозольный бактериологический, ПОВ-1 - прибор для отбора воздуха), с помощью которых определенный объем воздуха пропускают через жидкости или фильтры, а затем делают мерные посевы на питательные среды. Использование ПАБ-1 и ПОВ-1 позволяет исследовать большие объемы воздуха и обнаруживать патогенные бактерии и вирусы.
При исследовании воздуха стационаров (хирургических, аку-шерско-гинекологических и др.) осуществляют непосредственное выделение патогенных и условно-патогенных бактерий - возбудителей внутрибольничных инфекций (стафилококков, синегнойной палочки и др.). При возникновении внутрибольничных инфекций стафилококковой этиологии проводят исследования, направленные на выявление источников и путей распространения инфекций: путем фаготипирования определяют идентичность стафилококков, выделенных из объектов окружающей среды, а также от больных и обслуживающего персонала. Нормативные показатели микробного числа и содержания Staphylococcus aureus,
Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 10 страница
При паровом методе стерилизации стерилизующим средством является водяной насыщенный пар под избыточным давлением, стерилизацию осуществляют в паровых стерилизаторах (автоклавах). Используют два режима работы парового стерилизатора:
1-й режим – 2,0 атм (кгс/см 2), 132 °С, 20 минут.
Рекомендуется для изделий из коррозионностойких металлов (общие хирургические и специальные инструменты), стекла, изделий из текстильных материалов (хирургическое белье, перевязочный и шовный материал), резин, лигатурного шовного материала.
2-й режим - 1,1 атм (кгс/см 2), 120 °С, 45 минут.
Стерилизационная коробка с фильтром или без фильтра;
Двойная мягкая упаковка из бязи;
Пергамент;
Бумага мешочная не пропитанная;
Бумага крепированная;
Стерилизационные упаковочные материалы фирмы «ЗМ» (США).
Примечания:
1. Срок сохранения стерильности изделий, простерилизованных в герметичной упаковке в пергаменте, бумаге мешочной пропитанной, бумаге мешочной влагопрочной, бумаге упаковочной высокопрочной, бумаге крепированной. стерилизационной коробке с фильтром - 20 суток, а в любой негерметичной упаковке и стерилизационной коробке без фильтра - 3 суток;
2. Кратность использования пергамента, бумаги мешочной непропитанной, бумаги мешочной влагопрочной и бумаги крепированной - до 2-х раз, бумаги упаковочной высокопрочной (крафт) - до 3-х раз (с учетом их целостности).
Воздушный метод стерилизации
При воздушном методе стерилизации стерилизующим средством является сухой горячий воздух. Стерилизацию осуществляют в воздушных стерилизаторах.
Используют два режима работы воздушного стерилизатора:
1-й режим – температура 160°С – 150 минут;
2-й режим –температура180°С – 60 минут;
Видом упаковочного материала при обоих режимах является:
Бумага мешочная влагопрочная;
Бумага упаковочная высокопрочная;
Бумага крепированная;
Стерилизационные упаковочные материалы фирмы «ЗМ» (США);
Или без упаковки (в открытых лотках).
Воздушным методом стерилизуют хирургические, гинекологические, стоматологические инструменты, детали приборов и аппаратов, в том числе изготовленные из коррозионнонестойких металлов, шприцы с пометкой 200°С, инъекционные иглы, изделия из силиконовой резины.
Перед стерилизацией воздушным методом изделия после предстерилизационной очистки обязательно высушивают в сушильном шкафу при температуре 85°С до исчезновения видимой влаги.
Изделия стерилизуют завернутыми в стерилизационные упаковочные материалы. Шприцы стерилизуют в разобранном виде.
Во время стерилизации металлических инструментов без упаковки их располагают так, чтобы они не касались друг друга.
Примечания:
1. Срок сохранения стерильности изделий, простерилизованных герметично упакованных в бумагу мешочную влагопрочную, бумагу упаковочную высокопрочную, бумагу крепированную - 20 суток. Кратность использования бумаги мешочной влагопрочной, бумаги крепированной - до 2-х раз, бумаги упаковочной высокопрочной - до 3-х раз (с учетом их целостности).
2. Изделия, простерилизованные без упаковки, помещают на «стерильный стол» и используют в течение одной рабочей смены.
Стерилизация растворами химических средств
Стерилизация изделий растворами химических средств является вспомогательным методом, поскольку не позволяет простерилизовать их в упаковке, а по окончании стерилизации необходимо промыть изделия стерильной жидкостью (питьевая вода, 0,9% раствор натрия хлорида), что при нарушении правил асептики может привести к вторичному обсеменению (контаминации) простерилизованных изделий микроорганизмами.
Данный метод следует применять для стерилизации изделий, в конструкцию которых входят термолабильные материалы, то есть когда особенности материалов изделий не позволяют использовать другие рекомендуемые методы стерилизации (физические). Конструкция изделия должна позволять стерилизовать его растворами химических средств. При этом необходим хороший доступ стерилизующего средства и промывной жидкости ко всем стерилизуемым поверхностям изделия.
Для стерилизации изделий растворами химических средств используют средства, разрешенные к применению для данной цели по режимам согласно инструктивно-методическим документам, утвержденным в установленном порядке Минздравом Республики Беларусь. Для стерилизации не разрешается применять средства, не обладающие спороцидным действием.
При стерилизации растворами химических средств используют стерильные емкости из стекла, металлов, термостойких пластмасс, выдерживающих стерилизацию паровым методом, или покрытые эмалью (эмаль без повреждений).
Температура растворов, за исключением специальных режимов применения перекиси водорода и для альдегидсодержащих средств должна составлять не менее 20°С, а для остальных средств не менее 18°С.
Стерилизацию проводят при полном погружении изделий в раствор, свободно их раскладывая. При большой длине изделия его укладывают по спирали. Разъемные изделия стерилизуют в разобранном виде. Каналы и полости заполняют раствором. Толщина раствора над изделием должна быть не менее 1 см.
Во избежание разбавления рабочих растворов, используемых для стерилизации, погружаемые в них изделия должны быть сухими.
После стерилизации все манипуляции проводят, строго соблюдая правила асептики. Изделия извлекают из раствора с помощью стерильных пинцетов (корнцангов), удаляют раствор из каналов и полостей, а затем промывают в стерильной водой, налитой в стерильные емкости, согласно рекомендациям методического документа по применению конкретного средства. При каждом переносе из одной емкости в другую освобождение каналов и полостей и их заполнение свежей жидкостью осуществляют с помощью стерильного шприца, пипетки или иного приспособления.
Промытые стерильные изделия после удаления остатков жидкости из каналов и полостей используют сразу по назначению или помещают (с помощью стерильных пинцетов, корнцангов) на хранение в стерильную стерилизационную коробку, выложенную стерильной простыней, на срок не более 3 суток.
Стерилизация газовым методом
Для газового метода стерилизации используют смесь ОБ (смесь окиси этилена и бромистого метила в весовом соотношении 1:2,5 соответственно), окись этилена, пары раствора формальдегида в этиловом спирте.
КОНТРОЛЬ СТЕРИЛИЗАЦИИ
Паровые, воздушные и газовые стерилизаторы, используемые для стерилизации изделий медицинского назначения, подлежат контролю. Контроль позволяет оперативно выявить несоответствие режимов стерилизации, вызванное техническими неисправностями аппаратов и нарушением технологии проведения стерилизации.
Контроль стерилизации предусматривает проверку параметров режимов стерилизации и оценку ее эффективности. Контроль режимов стерилизации проводят физическим (с помощью контрольно-измерительных приборов: термометров, мановакуумметров и др.), химическим (с использованием химических индикаторов) и бактериологическим (с использованием споровых форм тест-культур) методами.
Организация и порядок проведения контроля за стерилизацией изделий медицинского назначения осуществляется согласно методическим указаниям МУ№ 90-9908 «Контроль качества стерилизации изделий медицинского назначения».
Самоконтроль работы стерилизаторов проводит персонал ЛПУ физическим и химическим методами - при каждой загрузке стерилизаторов, бактериологическим - ежемесячно.
Проверку температурного режима осуществляют с помощью максимальных термометров, которые помещают в контрольные точки стерилизаторов.
Для контроля температуры используют также химические индикаторы различных типов: индикаторы типа ИС (наружные, внутренние, мультипараметрические, интеграторы) и химические тесты, которые помещают в контрольные точки.
Индикаторы типа ИС представляют собой полоску бумаги с нанесенным на нее индикаторным слоем и предназначены для оперативного визуального контроля совокупности параметров (температура, время) режимов работы паровых и воздушных стерилизаторов.
Химические тесты представляют собой стеклянные трубки, запаянные с обеих концов и наполненные бензойной кислотой, которая при температуре 120-122°С меняет свое агрегатное состояние, или мочевиной, которая меняет свое агрегатное состояние при температуре 130-134°С. Эти тесты используют для автоклавов. Для сухожаровых шкафов трубки заполняются тиомочевиной, которая меняет свое агрегатное состояние при температуре 172-174°С. Химические тесты предназначены для контроля достижения заданной температуры по изменению агрегатного состояния и/или цвета химических соединений, наблюдаемому после окончания стерилизации.
Медицинский персонал, использующий средства физического и химического контроля, регистрирует результаты контроля в журнале по форме № 257/у.
Литература
1. Юпатов Г.И., Доценко Э.А., Ольшанникова В.В. Общий уход за больными (терапия). Учебное пособие.- Витебск: ВГМУ.2007.- 191 с.
2. Яромич И.В.Сестринское дело и манипуляционная техника: учебник.- Минск: Вышейшая школа, 2014.-527 с. : ил.
Составили ст. преп. И.В. Арбатская,асс-совм. В.В.Ольшанникова
Стерилизация – удаление или уничтожение всех живых микроорганизмов (вегетативных и споровых форм) внутри или на поверхности предметов.
Стерилизация проводится различными методами: физическими, химическими, механическими.
Основные требования, предъявляемые к процессу стерилизации, отражены в отраслевом стандарте 42-21-2-82 «Стерилизация и дезинфекция изделий медицинского назначения. Методы, средства, режимы».
Физические методы. Самым распространенным методом стерилизации является воздействие высокой температуры. При температуре, приближающейся к 100 0 С, происходит гибель большинства патогенных бактерий и вирусов. Споры почвенных бактерий-термофилов погибают при кипячении в течение 8,5 часов. Микроорганизмы, попавшие в глубинные слои земли, или покрытые свернувшейся кровью, оказываются защищенными от воздействия высокой температуры и сохраняют свою жизнеспособность.
При стерилизации физическими методами применяют действие высоких температур, давления, ультрафиолетового облучения и др.
Наиболее простой, но надежный вид стерилизации – прокаливание . Его применяют при поверхностной стерилизации негорючих и теплоустойчивых предметов непосредственно перед их использованием.
Другим простым и легко доступным методом стерилизации считается кипячение . Этот процесс проводят в стерилизаторе – металлической коробке прямоугольной формы с двумя ручками и плотно закрывающейся крышкой. Внутри расположена вынимающаяся металлическая сетка с ручками по бокам, на которую кладут стерилизуемый инструмент. Основной недостаток метода заключается в том, что он не уничтожает споры, а только вегетативные формы.
При паровой стерилизации необходимо выполнение определенных условий, которые гарантируют ее эффективность и сохранение стерильности изделий в течение определенного срока. Прежде всего, стерилизация инструментов, операционного белья, перевязочного материала должна проводиться в упаковке. С этой целью используют: стерилизационные коробки (биксы), двойную мягкую упаковку из бязи, пергамент, влагопрочную бумагу (крафт-бумага), полиэтилен высокой плотности.
Обязательное требование к упаковке – герметичность. Сроки сохранения стерильности зависят от вида упаковки и составляют трое суток для изделий простерилизованных в коробках без фильтров, в двойной мягкой упаковке из бязи, бумаги мешочной влагопрочной. В стерилизационных коробках с фильтрами стерильность изделий сохраняется в течение года.
Стерилизация сухим жаром . Процесс стерилизации сухим жаром проводят в сухожаровом шкафу (в печи Пастера и др.) – металлическом шкафу с двойными стенками. В корпусе шкафа расположены рабочая камера, в которой имеются полки для размещения предметов для обработки, и нагревательные элементы, которые служат для равномерного нагрева воздуха в рабочей камере
Режимы стерилизации:
температура 150 0 С – 2 часа;
температура 160 0 С – 170 0 C 45 минут – 1час;
температура 180 0 C – 30 минут;
температура 200 0 C – 10-15 минут.
Необходимо помнить, что при температуре 160 0 С бумага и вата желтеют, при более высокой температуре – сгорают (обугливаются). Началом стерилизации является тот момент, когда температура в печи достигает нужной величины. После окончания стерилизации печь выключается, прибор остывает до 50 0 С, после чего из него вынимают простерилизованные предметы.
Изделия в воздушном стерилизаторе можно стерилизовать без упаковки, но только в тех случаях, если они используются сразу же после стерилизации. В качестве упаковки может быть использована бумага мешочная, изготовленная по ГОСТ 2228-81, в ней изделия хранятся не менее 3-х суток.
Режим воздушной стерилизации представлен двумя значениями температуры – 160 0 С в течение 2,5 часов, либо 180 0 С – в течение 1 часа.
Стерилизация текучим паром . Этот вид стерилизации производится в аппарате Коха или в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Аппарат Коха представляет собой металлический полый цилиндр с двойным дном. Стерилизуемый материал загружают в камеру аппарата не плотно, для того, что бы обеспечить возможность наибольшего контакта его с паром. Начальный подогрев воды в приборе происходит в течение 10-15 минут.
Текучим паром стерилизуют материалы, которые разлагаются или портятся при температуре выше 100 0 С – питательные среды с углеводами, витаминами, растворы углеводов и т. п.
Стерилизацию текучим паром проводят дробным методом – при температуре не выше 100 0 С по 20-30 минут в течение 3-х дней. При этом вегетативные формы бактерий погибают, а споры сохраняют жизнеспособность и прорастают в течение суток при комнатной температуре. Последующее прогревание обеспечивает гибель этих вегетативных клеток, появляющихся из спор в промежутках между этапами стерилизации.
Тиндализация – метод дробной стерилизации, при котором прогревание стерилизуемого материала проводится при температуре 56-58 0 С в течение часа 5-6 дней подряд.
Пастеризация – однократное нагревание материала до 50-65 0 С (в течение 15-30 минут), 70-80 0 С (в течение 5-10 минут). Используется для уничтожения бесспоровых форм микробов в пищевых продуктах (молоко, соки, вино, пиво).
Стерилизация паром под давлением . Стерилизация проводится в автоклаве под давлением обычно (посуда, физиологический раствор, дистиллированная вода, питательные среды, не содержащие белков и углеводов, различные приборы, изделия из резины) в течение 20-30 минут при температуре 120-121 0 С (1 атм.), хотя могут быть использованы и другие соотношения между временем и температурой в зависимости от стерилизуемого объекта.
Любые растворы, содержащие белки и углеводы, стерилизуют в автоклаве при 0,5 атм. (115 0 С) в течение 20-30 минут
Любой инфицированный микроорганизмами (заразный) материал стерилизуют при давлении в 1,5 атм. (127 0 С) – 1 час, или при давлении 2,0 атм. (132 0 С) – 30 минут.
Когда стерилизуемые растворы находятся в стеклянных сосудах, по окончании цикла стерилизации необходимо контролировать время охлаждения, а также медленно понижать давление, т.к. открывать автоклав можно только после того, как в нем установилось давление окружающей среды.
Стерилизация облучением . Излучение может быть неионизирующим (ультрафиолетовое, инфракрасное, ультразвуковое, радиочастотное) и ионизирующим – корпускулярным (электроны) и ли электромагнитным (рентгеновские лучи или гамма-лучи).
Эффективность облучения зависит от полученной дозы, а выбор дозы определяется микробным загрязнением, формой и составом материала, подлежащего стерилизации.
Ультрафиолетовое облучение (254 нм) обладает малой проникающей способностью, поэтому требует достаточно длительного воздействия и используется в основном для стерилизации воздуха, открытых поверхностей в помещениях.
Ионизирующее излучение, в первую очередь, гамма-облучение, успешно применяется для стерилизации в промышленных условиях медицинских изделий из термолабильных материалов, поскольку позволяют быстро облучать материалы еще на стадии производства (при любой температуре и герметичной упаковке). В настоящее время широко используется для получения стерильных одноразовых пластмассовых изделий (шприцы, системы для переливания крови, чашки Петри), и хирургических перевязочных и шовных материалов.
МЕХАНИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ. Фильтры задерживают микроорганизмы благодаря пористой структуре матрикса, но для пропускания раствора через фильтр требуется вакуум или давление, поскольку сила поверхностного натяжения при таком малом размере пор не дает жидкостям фильтроваться.
Существуют 2 основных типа фильтров – глубинные и фильтрующие.
Глубинные фильтры состоят из волокнистых или гранулированных материалов (асбест, фарфор, глина), которые спрессованы, свиты или связаны в лабиринт проточных каналов, поэтому четкие параметры размера пор отсутствуют. Частицы задерживаются в них в результате адсорбции и механического захвата в матриксе фильтра, что обеспечивает достаточно большую емкость фильтров, но может приводить к задержке части раствора.
Фильтрующие фильтры имеют непрерывную структуру, и эффективность захвата ими частиц определяется в основном соответствию их размеру пор фильтра. Мембранные фильтры имеют низкую емкость, но эффективность не зависит от скорости протока и перепада давлений, а фильтрат почти или совсем не задерживается.
Мембранная фильтрация в настоящее время широко применяется для стерилизации масел, мазей и растворов, неустойчивых к нагреванию – растворы для внутривенных инъекций, диагностические препараты, растворы витаминов и антибиотиков, сред для культур тканей и т.д. и т.п..
ХИМИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ. Химические методы стерилизации, связанные с применением химических веществ, обладающих явно выраженной антимикробной активностью, делятся на 2 группы: стерилизация газами и растворами (чаще известна как «дезинфекция»).
Химические методы стерилизации газами используются в лечебно-профилактических учреждениях для обеззараживания медицинских материалов и оборудования, которые нельзя стерилизовать другими способами (оптические приборы, кардиостимуляторы, аппараты искусственного кровообращения, эндоскопы, изделия из полимеров, стекла).
Бактерицидными свойствами обладают многие газы (формальдегид, окись пропилена, озон, надуксусную кислота и метилбромид), но шире всего используется окись этилена, поскольку она хорошо совместима с различными материалами (не вызывает коррозию металла, порчи обрабатываемых изделий из бумаги, резины и всех марок пластмасс). Время экспозиции при использовании газового метода стерилизации варьирует от 6 до 18 часов в зависимости от концентрации газовой смеси и объема специального аппарата (емкости) для этого вида стерилизации. Согласно «Методическим рекомендациям по дезинфекции, предстерилизационной очистке и стерилизации медицинских инструментов» №26-613 от 09.02.88г. для стерилизации газами в качестве газового стерилизационного аппарата возможно применение микроанаэростата, а кроме окиси этилена или смеси окиси этилена с бромистым метилом, – паров 40% формальдегида в этиловом спирте при температуре 80 0 С в стерилизационной камере в течение 60 минут.
Контроль стерильности производят в специально оборудованных боксах, исключающих возможность вторичного контакта изделий с микрофлорой. Для контроля отбирают не менее 1% из числа одновременно простерилизированных изделий. Производят посев изделий в питательную среду для контроля. При отсутствии роста бактерий дают заключение о стерильности изделия.
Стерилизация растворами применяется при обработке больших поверхностей (пространств) или медицинских приборов, которые не могут быть обеззаражены другими методами.
Согласно требованиям отраслевого стандарта ОСТ 42-21-2-85 «Методические указания по дезинфекции, предстерилизационной очистке и стерилизации изделий медицинского назначения» большинство изделий медицинского назначения из металла, стекла, пластмасс, резины, проходят предстерилизационную обработку, состоящую из нескольких этапов:
– замачивание в моющем растворе при полном погружении изделия в дезинфицирующий раствор в течение 15-ти минут;
– мойка каждого изделия в разобранном виде в моющем растворе в ручном режиме в течение 1-ой минуты;
– ополаскивание под проточной водой хорошо промытых изделий в течение 3-10 минут;
– сушка горячим воздухом в сушильном шкафу.
Контроль качества предстерилизационной очистки изделий медицинского назначения на наличие крови проводят путем постановки амидопириновой пробы. Остаточные количества щелочных компонентов моющего средства определяют с помощью фенолфталеиновой пробы.
Согласно требованиям этого же ОСТа обязательным условием стерилизации растворами изделий медицинского назначения является полное погружение изделий в стерилизационный раствор в разобранном виде, с заполнением каналов и полостей, при температуре раствора не менее 18°С. Используют только эмалированные емкости (без повреждений) со стеклянными или пластмассовыми крышками. После стерилизации изделия быстро извлекают из раствора с помощью пинцетов или корнцангов, удаляют раствор из каналов и полостей, затем дважды последовательно промывают простерилизованные изделия стерильной водой. Простерилизованные изделия используют сразу по назначению или помещают в стерильную емкость, выложенную стерильной простыней, и хранят не более 3-х суток. В специальном журнале ведут обязательный учет всех циклов химической стерилизации с указанием даты, точного времени стерилизации (закладки, выемки раствора), название используемого препарата и его концентрации.
Препараты, используемые для стерилизации, классифицируются по группам: кислоты или щелочи, перекиси (6% раствор перекиси водорода), спирты (этиловый, изопропиловый), альдегиды (формальдегид, глутаровый альдегид), галогены (хлор, хлорамин, иодофоры – вескодин), четвертичные аммониевые основания, фенольные соединения (фенол, крезол).
Кроме того, в качестве удобных и экономичных дезинфицирующих растворов могут использоваться универсальные препараты, т.е. позволяющие проводить обеззараживание от всех форм микроорганизмов (бактерий, в том числе микобактерий туберкулеза, вирусов, включая ВИЧ, патогенных грибов) или комбинированные препараты («Дезэффект», «Аламинал», «Септодор», «Виркон»), совмещающие одновременно два процесса – дезинфекцию и предстерилизационную обработку.
Комплекс дезинфекционных мероприятий, ориентированных на удаление или уничтожение возбудителей инфекционных болезней в объектах или на абиотических объектах окружающей среды, т.е. при их передаче от источника к восприимчивым людям, делится на 2 вида: очаговая дезинфекция и профилактическая дезинфекция.
Очаговая дезинфекция осуществляется в эпидемических очагах и в свою очередь подразделяется на текущую , если источник возбудителя присутствует, и заключительную , если источник удален.
Текущая дезинфекция направлена на постоянное обеззараживание экскрементов, рвотных масс, мокроты, патологического отделяемого, перевязочного материала и др. объектов в окружении больного, которые обсеменены или могли быть обсеменены возбудителями в течение всего периода, пока больной или носитель служат источником возбудителя инфекции.
Заключительная дезинфекция направлена на уничтожение патогенных микроорганизмов, оставшихся в очаге в жизнеспособном состоянии на различных предметах, хотя источник удален, т.е. после госпитализации, выздоровления или смерти больного. При заключительной дезинфекции обработке подлежат помещения, экскременты, рвотные массы, белье, предметы быта и все другие объекты, которые могли быть контаминированы возбудителями данного заболевания. Этот вид дезинфекции, как правило, осуществляется специализированными службами органов госэпиднадзора.
Профилактическая дезинфекция проводится в том случае, если источник инфекции не обнаружен, но предполагается возможность его существования. Этот вид дезинфекции чаще всего используют в медицинских учреждениях (профилактика профессионального заражения медицинского персонала внутрибольничных инфекций), на предприятиях общественного питания, предприятиях, изготавливающих, перерабатывающих и реализующих пищевые продукты, а также в местах массовых скоплений людей, где может находиться источник возбудителя инфекционного заболевания среди здорового населения.
При кишечных инфекциях дезинфекционные мероприятия направлены на очистку и обеззараживание источников питьевого водоснабжения, сточных вод, отбросов, пищевых продуктов, материалов от больного, посуды, белья, пищеблоков, санузлов. В очаге проводят и текущую, и заключительную дезинфекцию.
При инфекциях дыхательных путей дезинфекцию проводят с целью снижения микробного загрязнения воздуха конкретных помещений, что может достигаться путем не только влажной уборки и обеззараживания объектов в окружении больного, но и проветривания или УФ-облучения воздуха в данном помещении.
В очагах трансмиссивных инфекций дезинфекционные мероприятия проводят только при чуме, туляремии, лихорадке Ку, и на объектах, где работают с кровью.
При инфекциях наружных покровов дезинфекции подлежат все вещи, бывшие в употреблении (белье, расчески, ножницы, губки) в банях, душевых, бассейнах, парикмахерских, причем рекомендуется по возможности использовать универсальные препараты, обладающие бактерицидным (в т.ч. спорицидным), вирулицидным, фунгицидным свойствами.
При профилактике внутрибольничных инфекций дезинфекции должны подвергаться все изделия медицинского назначения после каждого пациента, руки персонала, раневая поверхность, операционное поле и т.д. и т.п.
Биологическая стерилизация – основана на применении антибиотиков, используется ограниченно – в культурах тканей для культивирования вирусов.